2.3.1 Begründung
Die Wiederherstellung der Wälder beeinflusst die biologische Vielfalt über und unter der Erde auf physikalische, chemische und biologische Weise, indem sie eine Reihe unterschiedlicher Lebensräume und Nischen für diverse taxonomische Gruppen von Tieren, Pflanzen und Pilzen schafft. Die Wiederherstellung von Bäumen, Waldpflanzen, Moos- und Flechtengemeinschaften wird die Zufuhr von organischer Substanz und Nährstoffen in den Boden durch die Zugabe von Laubstreu, Wurzelexsudaten und Holzresten erhöhen und diversifizieren. Verschiedene Waldstrukturen werden auch verschiedene Mikroklimata schaffen und die physikalische Struktur der Böden durch Wurzelwachstum, Aggregation von Bodenpartikelarten, Belüftung und den Wasserhaushalt im Bodenökosystem beeinflussen. Zusätzlich zu engen ökologischen Verbindungen mit Bakteriengemeinschaften sind die Wurzelsysteme der Pflanzen auf komplexe Weise mit Pilzen verknüpft. Verschiedene Arten von Mykorrhizapilzen, die symbiotische Verbindungen mit Pflanzen eingehen, um bei der Nährstoffaufnahme zu helfen, werden eng mit verschiedenen Pflanzenarten verbunden sein (Van Der Heijden et al. 2007). Weiter oben in der unterirdischen Nahrungskette sind mikrobielle Eukaryoten (d. h. Protisten) unglaublich vielfältig und weiden bekanntermaßen Bakteriengemeinschaften ab (Adl et al. 2012). Die mikroskopische Metazoen-Meiofauna (z. B. Nematoda, Platyhelminthes 45–500 mm) und schließlich Makroinvertebraten (z. B. Springschwänze, Regenwürmer > 500 mm) bilden verschiedene funktionelle Nahrungsgruppen aus Räubern, Detritivoren, Weidetieren und Allesfressern. Überirdische Aufforstungen erhöhen die Habitatdiversifizierung durch die Schaffung struktureller Komplexität durch die Etablierung von Baumkronen und Unterholzschichten, aber auch durch das Wachstum kleinerer Sträucher, Kräuter und Bodendecker (Mestre et al. 2017). Die strukturelle Komplexität überirdischer Strukturen schafft eine Reihe von Mikrohabitaten, die durch unterschiedliche Temperaturen und Lichtverhältnisse sowie chemische Treiber wie Blatt- und Rindenexsudate gekennzeichnet sind. Totholz steigert ebenfalls die Biodiversität, indem es einzigartige Habitate für eine Vielzahl saprophytischer Wirbellosenarten schafft.
Um ein fundiertes Verständnis der Referenzzustandsentwicklung für die Wiederaufforstung zu entwickeln, verfolgte das SUPERB-Projekt das Ziel, einen umfassenden und repräsentativen Teil der ober- und unterirdischen Biodiversität zu überwachen. Diese taxonomische Vielfalt ist wiederum repräsentativ für sukzessive ökologische Prozesse, die über verschiedene räumliche und zeitliche Skalen hinweg ablaufen und eine detaillierte Bewertungsgrundlage bieten. SUPERB nutzte molekulare Techniken, um Inventare von Pilzen, Pflanzen, mikrobiellen Eukaryoten, Meiofauna und Arthropoden aus Bodenproben sowie Inventare von in Malaise-Fallen gefangenen fliegenden Arthropoden zu erstellen.
2.3.2 Erhebungsmethoden
Die Bewertung der Biodiversität mit herkömmlichen taxonomischen Ansätzen ist arbeitsintensiv, zeitaufwendig und erfordert die Identifizierung unterschiedlicher Gruppen aus dem Stammbaum des Lebens durch verschiedene Spezialisten (Creer et al. 2016). Sogar innerhalb unterschiedlicher taxonomischer Gruppen spezialisieren sich Taxonomen auf unterschiedliche Gruppen (z. B. Botaniker, Bryologen, Nematologen), und in Böden kann der Großteil des mikrobiellen Lebens nicht mit visuellen Ansätzen identifiziert werden (Curtis et al. 2002). Mikrobiologen hatten bereits seit Jahrzehnten molekulargenetische Ansätze zur Bestimmung der Biodiversität und zur Erstellung von Phylogenien verwendet (Woese und Fox 1977), aber ein entscheidender Wendepunkt für die Charakterisierung der Biodiversität war das standardisierte DNA-Barcode-Konzept zur Identifizierung von Tier-, Pflanzen- und Pilzarten, das zu Beginn des 21. Jahrhunderts entwickelt wurde (Hebert et al. 2003; Ratnasingham und Hebert 2007). DNA-Barcoding nutzt standardisierte genetische Marker zur Identifizierung von Arten durch den Aufbau kuratierter großer Referenzdatenbanken, die durch die Hinterlegung von Belegexemplaren und den offenen Datenaustausch in Kombination mit einer interaktiven Weboberfläche ermöglicht werden.
(https://boldsystems.org/) und Links zu anderen globalen DNA-Datenbanken. Beim DNA-Barcoding werden hochgradig degenerierte DNA-Primer verwendet, die aus einzelnen Individuen extrahierte DNA verwenden, um einen Barcode-Marker einer großen Anzahl von Arten zu amplifizieren. Der Barcode-Bereich wurde so variabel ausgewählt, dass er die Unterscheidung verschiedener Arten voneinander ermöglicht. Nach 2005 hat sich durch Fortschritte in der Hochdurchsatz-DNA-Sequenzierung das Feld des „Metabarcoding“ weiterentwickelt. Anstatt einzelne Sequenzen aus einzelnen Exemplaren zu generieren, werden beim Metabarcoding ähnliche degenerierte DNA-Primer verwendet, um Barcode-Bereiche zu amplifizieren, allerdings aus ganzen Biota-Gemeinschaften (Creer et al. 2016). Die Standardisierung der DNA-Marker beim DNA-Metabarcoding ist nicht so routinemäßig wie beim Barcoding einzelner Exemplare (Deiner et al. 2017), aber in Kombination revolutionieren die beiden Ansätze die Entdeckung und Bewertung der biologischen Vielfalt (Handley 2015). Das genetische Material für das Metabarcoding kann aus Umweltproben (z. B. Boden, Luft, Wasser), aber auch aus Lebensgemeinschaften oder aus DNA-Sammelproben stammen (Creer et al. 2016; Deiner et al. 2017). In SUPERB verwenden wir eDNA aus dem Boden und DNA aus Massengemeinschaften von Arthropoden von Malaise (eine Art oberirdisch fliegender Probenehmer für Wirbellose) (Geiger et al. 2016), um die Biodiversität im Wald zu bewerten.
Um den erwarteten Referenzzustand für zukünftige Projekte zu charakterisieren, wurde im SUPERB-Protokoll ein Überwachungsdesign verwendet, bei dem DNA aus fünf separaten Massenproben von Arthropoden-Malaise-Fallen (Geiger et al. 2016) und fünf Mutterbodenproben extrahiert wurde, die jeweils aus fünf Kernen (5 cm breit x 5 cm tief) bestanden. Für die Boden- und Arthropodenproben wurden Standards aus dem LIFEPLAN-Projekt übernommen. Für die Malaise-Proben wurden die Arthropoden zunächst gewogen (Nassgewicht) und homogenisiert (Buchner et al. 2021). Nach der DNA-Extraktion werden PCR-Amplifikation und Bibliotheksvorbereitung mittels einer zweistufigen PCR-Metabarcoding-Pipeline durchgeführt (Bohmann et al. 2021). In der ersten PCR-Runde wird die DNA des gewählten Barcode-Markers amplifiziert (z. B. ITS für Pflanzen und Pilze, 18S für mikroskopische Eukaryoten und CO1 für Arthropoden). In der zweiten PCR-Runde werden bekannte DNA-„Tags“ in jede Probenbibliothek integriert, sodass jede PCR nach der Sequenzierung mehrerer Proben im selben Illumina-Sequenzierungslauf zur ursprünglichen Probe zurückverfolgt werden kann (Deiner et al. 2017; Bohmann et al. 2021). Diese Techniken werden in der Forschung von Forstbehörden immer häufiger eingesetzt (z. B. Barsoum et al. 2018). Es wird jedoch empfohlen, sich nach Möglichkeit von Molekularbiologen und Ökologen beraten zu lassen, um die technologischen Entwicklungen optimal zu nutzen.
2.3.3 Datenerhebung bis zur Datenberichterstattung
Metabarcoding generiert große Mengen an Sequenzierungsdaten in speziellen Dateiformaten, die durch eine mehrstufige bioinformatische Pipeline verarbeitet werden, um zu bestimmen, welche Taxa in welchen Proben nachgewiesen wurden. Eine Option dieser bioinformatischen Pipeline heißt DADA2 und durchläuft eine Reihe von Qualitätskontrollschritten, filtert und bereinigt die Daten, führt Vorwärts- und Rückwärtssequenzierungs-Reads zusammen und entfernt Fehler (Callahan et al. 2016). Die ersten bioinformatischen Schritte reduzieren die Komplexität des Datensatzes erheblich auf nur die eindeutigen Sequenzen, die in der Umweltprobe nachgewiesen wurden. Um Gruppen von Sequenzen zu identifizieren, die eine Annäherung an Arten darstellen, werden Algorithmen verwendet, um ähnliche DNA-Sequenzen zu gruppieren (SUPERB hat einen gemeinsamen Standard von 97 % übernommen (Rojnes et al. 2016). Anschließend werden die resultierenden Cluster mit einer kuratierten Datenbank bekannter Sequenzen verglichen, um einen passenden taxonomischen Namen zu finden. Die resultierenden taxonomischen Daten listen auf, in welchen Proben und Beständen eine Art nachgewiesen wurde, und können zur Berechnung einer Reihe gängiger Kennzahlen zur ökologischen Vielfalt verwendet werden.
